摘要：为探究急性温度胁迫对虹鳟Oncorhynchusmykiss肝脏代谢酶和部分生长调控基因表达的影响，采用血清生化分析仪测定了低温(6 ℃)和高温(24 ℃)胁迫下虹鳟(体质量为240 g±18 g)血清中谷草转氨酶(AST)、谷丙转氨酶(ALT)和碱性磷酸酶(ALP)的活性，通过放射免疫法测定了血清类胰岛素生长因子1(IGF-1)的含量,采用实时定量法测定了肝脏中GHR1、IGF-1和IGF-2的表达量。结果表明：温度胁迫2 h后，低温和高温两个处理组鱼的AST活性和高温组的ALT活性均呈先升高后降低的趋势，均在恢复6 h时达到最大值，而低温组鱼的ALT活性在胁迫后恢复0 h时就显著升高(P<0.05)，随后逐渐降低至对照组水平；低温组鱼的ALP活性在胁迫后显著降低(P<0.05)，并在48 h的恢复期间始终维持在较低水平，而高温组鱼的ALP 活性比对照组略有降低(P>0.05)；低温组鱼的血清IGF-1激素含量在恢复12 h后呈上升趋势，并在48 h时恢复至对照组水平，而高温组血清IGF-1含量在胁迫后始终处于较低水平；两个处理组肝脏中，GHR1基因表达量比对照组略有降低(P>0.05)，而IGF-1和IGF-2基因表达量均呈先降低后升高的趋势，且IGF-2表达量下降更明显，并在恢复12 h时达到最低值。研究表明：温度胁迫后，虹鳟血清转氨酶活性降低，肝脏受到损伤；血清IGF-1激素含量下降，肝脏中GHR1、IGF-1和IGF-2基因表达量均低于对照组；高温组各指标变化较大，说明属于冷水鱼类的虹鳟受高温影响更为显著。
关键词：虹鳟；温度胁迫；血清酶；血清激素；生长激素受体；类胰岛素生长因子
变温动物的生长、代谢、发育等都受到环境温度的影响，在可能的情况下鱼类总是选择在最适宜的环境中生存。许多鱼类会通过降低代谢速率和生长速度来应对较低温度，而温度迅速升高后，鱼类又会很快达到耐受范围，但只能存活很短的时间。温度骤变是鱼类在运输、养殖生产甚至自然条件下都可能面临的胁迫，能抑制鱼类的摄食、生长，从而对鱼类的生理适应和代谢产生重大影响[1]。
鱼类通过内分泌系统来调节新陈代谢和生长，以应对环境的变化和不同的生长阶段[2]。与许多高等脊椎动物一样，鱼类生长发育很大程度上也是通过生长激素(GH) ——类胰岛素样生长因子(IGF)轴进行调控的[3]。生长激素能够调控机体的生长、免疫、代谢、渗透调节等多种行为，并通过靶组织与生长激素受体(GHR)结合发挥生理作用[4]。生长激素存在两种受体，即GHR1和GHR2，在多种鱼中均有发现，并且在大多数组织中广泛表达[5]。GH对生长的促进作用直接或间接地通过IGFs来实现，包括IGF-1和IGF-2，IGFs具有胰岛素类似物的作用，同时又可促进个体的细胞分化与增殖[6]。其中，IGF-1通过自分泌和旁分泌作用在多个器官内产生，但主要在肝脏内合成[7]，通过血液运送到各个组织，促进细胞的分裂和分化，促进蛋白质的合成，抑制蛋白质的降解，促进机体生长[8]。Shepherd等[9]研究发现，海水养殖罗非鱼Oreochromismossambicus脑垂体中的GH升高，血浆中IGF-1基因表达水平也升高。而IGF-2在鱼类新陈代谢中的作用尚不清楚。在哺乳动物中，IGF-2基因表达主要是在胚胎发育阶段[10]，而Reinecke等[11]研究发现，IGF-2在幼鱼和成鱼体内均有广泛的表达。IGF-2和IGF-1有较高的同源性，在鱼类的不同组织中二者的基因表达受到GH的调控[12]，Chen等[13]试验证明，IGF-1和IGF-2均可刺激罗非鱼快速生长。
血清谷草转氨酶(AST)、谷丙转氨酶(ALT)是联系蛋白质代谢和糖代谢的重要氨基转移酶，是检测肝脏功能是否正常的重要指标。正常情况下，AST和ALT主要存在于肝脏和其他组织的线粒体内，只有少量被释放到血浆中,因此，血清中的ALT活性较小[14]。碱性磷酸酶(ALP)是一种在生物界中分布广泛的磷酸酯酶，通常分布于溶酶体内,在溶酶体外的胞浆基质内和内质网内也有少量分布。ALP的主要生理功能是参与磷及磷酸酯的代谢调节,同时还参与调节机体代谢、钙磷比例和机体信号传导等许多生理活动[15]。而关于这些生理学指标对温度胁迫响应机制的研究目前鲜有报道。
虹鳟Oncorhynchusmykiss隶属于鲑形目Salmoniformes、鲑科Salmonidae、大马哈鱼属Oncorhynchus，为冷水性优良养殖品种。但虹鳟生活温度适宜区间小，其适宜生长水温为12～18 ℃[16]，这对虹鳟的养殖和运输等都会产生不利影响。本研究中，进行了高温和低温胁迫对虹鳟血清中转氨酶ALT、AST和ALP活性的影响以及对血清IGF-1激素含量变化的试验研究，同时分析了急性温度胁迫对虹鳟GHR1、IGF-1和IGF-2 mRNA表达的影响。通过该项研究，探究急性温度胁迫对虹鳟生理适应及代谢机制的影响，尤其是对其肝脏功能的危害程度，旨在丰富鱼类生理学内容，为鱼类运输与养殖提供科学依据。
1.1材料
试验用虹鳟共135尾，于2012年3月采自山东潍坊某养殖场，试验鱼健康活泼，为同一批次卵孵化。试验开始时虹鳟体质量为(240±18)g，体长为(25.7±1.7)cm。
试验用仪器和试剂主要有：BS-180生化分析仪，由深圳迈瑞生物医疗电子股份有限公司生产；ALT、AST、ALP试剂盒均购自深圳迈瑞生物医疗电子股份有限公司；IGF-1试剂盒购自天津九鼎医学生物有限公司；RNAiso Reagent试剂、Taq酶、DNaseⅠ(RNasefree)、RNasin、RNA酶和SYBR Premix Ex Taq均购自TaKaRa公司。
1.2方法
1.2.1 试验条件与饲养管理 试验于2012年4月在中国海洋大学鱼类生理与繁育实验室全循环水系统中进行，试验鱼在循环水系统中暂养驯化2周，暂养及试验期间全循环流水，连续充气，温度为(16±1)℃，pH为7.8～8.1，溶解氧(DO)>6 mg/L。试验期间，虹鳟的投喂量和投喂方式与驯化期间相同，每天8:00和16:00饱食投喂鲟鱼配合饲料。
1.2.2 试验设计与样品采集 试验设计1个对照组和2个处理组，分别为A组(常温对照组，水温为16 ℃)、B组(低温处理组，水温为6 ℃)、C组(高温处理组，水温为24 ℃)，每组温度变化在1 ℃以内。每个处理组设3个平行，每个平行放5尾鱼，共45尾鱼。将驯化后的虹鳟放入2个处理组中热应激2 h，再放入正常养殖的循环水系统中恢复。分别在恢复0、6、12、24、48 h时采样，每个试验组每次采样3尾。
采样前将试验鱼放入MS-222麻醉剂(40～45 g/L)中麻醉，以减少采样操作等对试验的影响。从鱼尾静脉采血，将采集的血液放于冰箱(4 ℃)中静置4～6 h后，以12 000 r/min离心15 min，提取血清并置于超低温冰箱(-80 ℃)中保存备用。采集完血样后迅速解剖试验鱼，取新鲜的肝脏组织于液氮中速冻，然后转移至超低温冰箱(-80 ℃)中保存备用。
1.2.3 ALT、AST和ALP活性的测定 采用BS-180生化分析仪测定血清中ALT、AST和ALP活性。
1.2.4 IGF-1激素含量的测定 采用放射性同位素(125I)标记的放射免疫法(RIA)测定血清中IGF-1激素含量。根据IGF-1试剂盒说明书并结合本实验室条件进行改进，采用半量法进行测定，每个样品设置2个平行。
1.2.5 实时定量PCR标准曲线的建立以及目的基因的定量测定 根据Flores等[17]的方法设计GHR-1实时定量表达引物。根据NCBI已经克隆得到的IGF-1(M95183.1)和IGF-2(M95184.1)cDNA的序列，利用Primer 5.0软件设计实时定量表达。表达所需的引物均由生工生物工程(上海)股份有限公司合成。具体引物如表1所示。
对样品cDNA进行4倍梯度稀释，以稀释后的cDNA为模板进行实时定量PCR，每个模板设3个平行。PCR反应体系(共20 μL)：SYBR Premix ExTaq10 μL，上、下游引物各0.4 μL，模板2 μL，ddH2O 7.2 μL。反应条件：95 ℃下预变性1 min；95 ℃下变性10 s，相应基因退火温度下退火40 s，72 ℃下延伸40 s，共进行40个循环。实时连续测定扩增过程中产生的荧光，建立标准曲线。
表1虹鳟GHR-1、IGF-1、IGF-2和18S基因表达所用引物
Tab.1PrimersusedinexpressionofGHR-1,IGF-1,IGF-2and18SgenesinrainbowtroutOncorhynchusmykiss
引物primer序列sequence(5′-3′)扩增片段/bpamplificationsize退火温度/℃annealingtemperatureGHR1-FCGAGCTGGACATGGAGGAGCGHR1-RGGGGACAGTCTGAGGAGGCA10362IGF-1-FTGCGTCCTAACCCTGACTTCIGF-1-RAAGCCTCTCTCTCCACACACA10460IGF-2-FTTCGGCAGAAACGCTATGIGF-2-RGCTACGGAAACAACACTCCT1515818SCCTGAGAAACGGCTACCACATC18SCCAATTACAGGGCCTCGAAAG11960
对样品中的cDNA进行目的基因扩增，反应体系以及反应条件与标准曲线的建立一致，每个样品设3个重复。根据实时荧光定量PCR的结果，以18 S为内参基因，根据目的基因以及18 S的Ct值，按照2-ΔΔCt法计算目的基因的相对表达情况。
1.3数据处理
试验数据均用平均值±标准误表达。采用SPSS 13.0软件进行单因素方差分析和邓肯多重比较，显著性水平设为0.05。
2.1急性温度胁迫对虹鳟血清中AST、ALT和ALP活性的影响
温度胁迫2 h后，虹鳟血清中AST活性在低温和高温两个处理组中的变化趋势相同，在胁迫后恢复0 h时均略有升高，恢复6 h时达到最大值，且与对照组有显著性差异(P<0.05)；恢复12 h后，AST活性逐渐降低并恢复至接近对照组水平(图1-A)。
高温处理组的ALT活性变化趋势与AST相同；而低温处理组在胁迫后恢复0 h时就显著升高(P<0.05)，随后逐渐降低至对照组水平(图1-B)。
低温处理组的ALP活性，在温度胁迫后恢复6 h时后均显著低于对照组(P<0.05);而高温组的ALP活性在温度胁迫后虽有所降低，但与对照组无显著性差异(P>0.05)(图1-C)。
注：同一时间下,标有不同小写字母者表示组间有显著性差异(P<0.05)，下同
Note:The means with different letters at the same time are significant differences at the 0.05 probability level, et sequentia
图1 温度胁迫后虹鳟血清中AST、ALT和ALP活性的变化
Fig.1 Changes in serum activities of AST, ALT and ALP in rainbow trout exposed to acute temperature stress
2.2急性温度胁迫对虹鳟血清中IGF-1激素含量的影响
温度胁迫对虹鳟血清IGF-1含量有显著的影响。从图2可见：温度胁迫后恢复0 h时，两个处理组血清IGF-1含量均急剧降低，且与对照组有显著性差异(P<0.05)；低温处理组血清IGF-1含量在整个试验过程中均处于较低水平，恢复6、12、48 h时与对照组有显著性差异(P<0.05)；而高温处理组血清IGF-1含量在12 h后逐渐恢复，在48 h时达到对照组水平。
2.3急性温度胁迫对虹鳟肝脏GHR1、IGF-1和IGF-2mRNA表达的影响
急性温度胁迫对3种基因表达有不同程度的影响。对于GHR1基因，低温和高温处理组mRNA表达量均有减少，但与对照组无显著性差异(P>0.05)，整个试验过程中GHR1 mRNA表达量处于较稳定水平(图3-A)。
图2 温度胁迫后虹鳟血清中IGF-1含量的变化
Fig.2 Changes in serum IGF-1 level in rainbow trout exposed to acute temperature stress
图3 温度胁迫后虹鳟肝脏中GHR1、IGF-1和IGF-2 mRNA表达量的变化
Fig.3 Changes in GHR1，IGF-1, and IGF-2 mRNA expression in liver of rainbow trout exposed to acute temperature stress
对于IGF-1基因，低温处理组mRNA表达量在整个试验过程中有所降低，但与对照组无显著性差异(P>0.05)；而高温处理组IGF-1 mRNA表达量在恢复6、12 h时显著低于对照组(P<0.05)，12 h后逐渐恢复至对照组水平(图3-B)。
对于IGF-2基因，温度胁迫后恢复0 h时，两个处理组mRNA表达量都急剧下降，高温组与对照组有显著性差异(P<0.05)，且在整个试验过程中均显著低于对照组(P<0.05)，其中高温处理组的下降程度大于低温处理组(图3-C)。
ALT和AST是两种重要的转氨酶。正常情况下两种酶多存在于细胞的线粒体中，其中尤以肝脏中含量丰富，而血清中活性很低。当机体受到损害时，细胞膜的通透性会发生改变，故胞浆酶释放较多，导致血液中ALT和AST活力明显升高。Vaglio等[18]给金头鲷Sparusaurata注射剂量为2.5 mg/kg(体质量)的CdCl2，6 d后血液中的AST和ALT活性显著升高；Dela Torre等[19]将鲤Cyprinuscarpio幼鱼暴露在半致死剂量(1.5～1.7 mg/L)的Cd溶液中14 d后，鲤肝脏中的AST和ALT活性显著升高，表明Cd暴露对鲤肝脏已造成损伤。本试验中，虹鳟血清中的ALT和AST活性都在恢复6 h时有显著升高，表明急性温度胁迫对虹鳟的肝脏产生了破坏作用；24 h后，随着机体的恢复，两种酶活性逐渐降低。ALP在生物体内能够直接参与调节磷代谢，保持体内钙磷比例相对稳定,同时还能够参与蛋白的分泌和脂质代谢等, 是一种重要的代谢调控酶[20]。鱼类处于应激状态时，如饥饿、温度胁迫等，将影响血清中ALP的活性[21]。本试验中，温度胁迫后低温和高温两个处理组虹鳟血清中的ALP活性均有降低，表明虹鳟体内代谢受到温度胁迫的影响，且随着常温恢复过程，ALP活性有升高趋势。
鱼类的生长受到“下丘脑-垂体-肝脏轴”的调控，GH是促进机体生长的主要激素。但单独的GH不能促进鱼类的生长，IGF-1是GH发挥促生长作用的重要中介因子。Bolton等[22]研究发现，直接给虹鳟注射一定剂量的GH对其生长无促进作用；而McComick等[23]研究发现，给大西洋鲑Salmosalar注射猪的IGF-1后，其生长率能快速提高。许多作者都有报道，有害刺激对于鱼类的生长有较强烈的消极影响。捕捞和禁闭暂养刺激会影响到虹鳟血液中GH、IGF-1和IGF-2的含量，导致其血液中激素含量降低，从而抑制鱼类正常生长[24]。温度胁迫也会影响罗非鱼的摄食与代谢，Bradley等[25]研究发现，罗非鱼的GH存在耐受机制，IGF-1迅速降低，而GH变化较慢。本试验中，急性温度胁迫后，两个处理组的血清IGF-1含量均显著降低，且在整个试验过程中均低于对照组，虹鳟生长相关基因的mRNA表达量也受到温度的影响，且通常与激素含量的变化相对应。
GH是促进生长的主要基因，而GH发挥作用需要GHR介导。Ayson等[26]研究发现，饥饿和恢复投喂能使点斑蓝子鱼SiganusguttatusGHmRNA表达量略有降低；Matejka[27]研究发现，小鼠肾脏和肝脏受损后，GHRmRNA水平显著减少。本试验中，温度胁迫后两个处理组GHR1 mRNA表达量均略有降低，这与Bradley等[25]对尼罗罗非鱼Oreochromisniloticus禁食和投喂试验结果相类似。这也从另一方面表明，血清GH含量可能减少。对许多鱼的研究发现，IGF-1 mRNA在很多组织中都有表达，其中肝脏中表达最丰富[28]，这表明肝脏对于IGF-1的合成和分泌起着重要作用。IGF-1的表达量受到很多环境因素的影响，Duan[29]研究表明,海鲷Pagrosomusmajor较少的摄食量将导致IGF-1 mRNA水平下降；Larsen等[30]研究发现，低温处理下银大麻哈鱼Oncorhynchuskisutch的IGF-1 mRNA水平明显降低。本研究中，急性温度胁迫后，虹鳟肝脏中IGF-1 mRNA的表达量有所降低，其中高温胁迫后恢复6 h时显著低于对照组，直到24 h时才恢复到接近对照组水平。虹鳟属冷水性鱼类，低温胁迫时，虹鳟通过降低代谢速率、减少摄食等维持机体功能，生长速度减少较慢；而高温胁迫能快速达到虹鳟的耐受限度，生长速度急速下降。许多硬骨鱼的IGF-2不仅在肝脏中表达丰富，而且在许多其他器官如脑、心脏、肾脏、肌肉等中都有很高的表达量[27]。快速生长的斑点叉尾鮰Ictaluruspunctatus肝脏和肌肉中的IGF-2 mRNA表达量，比慢速生长的斑点叉尾鮰更高，这表明IGF-2在鱼类生长中起重要作用[31]。本试验中，与GH和IGF-1相比，肝脏中IGF-2 mRNA水平下降更明显，这说明肝脏中IGF-2 mRNA水平更易受到水温等环境变化的影响。
总之，急性温度胁迫对虹鳟血清中ALT、AST和ALP活性有不同程度的影响，这说明急性温度胁迫对虹鳟的代谢产生了影响。血清IGF-1激素含量的变化以及GHR1、IGF-1和IGF-2 mRNA表达量的变化，都说明急性温度胁迫对虹鳟生长产生了不良的影响。高、低温处理组虹鳟的不同变化，表明了冷水鱼类对高温胁迫更敏感，本试验也可为虹鳟的运输及养殖条件优化提供参考。
参考文献：
[1] Blank J M,Morrissette J M,Landeira-Fernandez A M,et al.In situ cardiac performance of Pacific bluefin tuna hearts in response to acute temperature change[J].Experimental Biology,2004,207:881-890.
[2] Picha M E,Strom C N,Riley L G,et al.Plasma ghrelin and growth hormone regulation in response to metabolic state in hybrid striped bass:effects of feeding,ghrelin and insulin-like growth factor-I on in vivo and in vitro GH secretion[J].General and Comparative Endocrinology,2009,161:365-372.
[3] Wood A W,Duan C,Bern H A.Insulin-like growth factor signaling in fish[J].International Review of Cytology，2005,243:215-285.
[4] Sánchez J P，Giner J A C,Mingarro M,et al.Overview of fish growth hormone family.New insights in genomic organization and heterogeneity of growth hormone receptors[J].Fish Physiology and Biochemistry,2002,27:243-258.
[5] Fukamachi S,Meyer A.Evolution of receptors for growth hormone and somatolactin in fish and land vertebrates:lessons from the lungfish and sturgeon orthologues[J].Mol Evol,2007,65:359-372.
[6] Cao Q P,Duguay S J,Plisetskaya E,et al.Nucleotide sequence and growth hormone-regulated expression of salmon insulin-like growth factor I mRNA[J].Molecular Endocrinology,1989,3:2005-2010.
[7] Cohick W S,Clemmons D R.The insulin-like growth factors [J].Annual Review of Physiology,1993,55:131-153.
[8] Ayaso E,Nolan C M,Byrnes L.Zebrafish insulin-like growth factor-I:molecular cloning and developmental expression[J].Molecular and Cellular Endocrinology,2002,191(2):137-148.
[9] Shepherd B S,Sakamoto T,Nishioka R S,et al.Somatotropic actions of the homologous growth hormone(tGH) and prolactin(tPRL177) in the euryhaline teleost,Oreochromismossambicus[J].Proc Natl Acad Sci,USA,1997,94:2068-2072.
[10] Baker J,Liu J P,Robertson E J,et al.Role of insulin-like growth factors in embryonic and postnatal growth[J].Cell,1993,75:73-82.
[11] Reinecke M,Bjornsson B T,Dickho V W W,et al.Growth hormone and insulin-like growth factors in fish:where we are and where to go[J].General and Comparative Endocrinology,2005,142(1/2):20-24.
[12] Vong Q P,Chan K M,Cheng C H.Quantification of common carp (Cyprinuscarpio) IGF-I and IGF-II mRNA by real-time PCR:differential regulation of expression by GH[J].Endocrinology,2003,178:513-521.
[13] Chen J Y,Chen J C,Chang C Y,et al.Expression of recombinant tilapia insulin-like growth factor-I and stimulation of juvenile tilapia growth by injection of recombinant IGFs polypeptides[J].Aquaculture,2000,181:347-360.
[14] 王丙莲，张迎梅，候亚妮，等.铬铅对泥鳅组织转氨酶活性的影响[J].兰州大学学报:自然科学版，2006,42(3)：67-70.
[15] 江琰,文克武,雷远成.意蜂工蜂酸性磷酸酶的纯化及其酶学特性[J].昆虫学报,2004,47(3):310-315.
[16] 曹克驹.名特水产养殖学[M].北京:中国农业出版社,2004:113-114.
[17] Flores A M,Shrimpton J M.Differential physiological and endocrine responses of rainbow trout,Oncorhynchusmykiss,transferred from fresh water to ion-poor or salt water[J].General and Comparative Endocrinology,2012,175:244-250.
[18] Vaglio A,Landriscina C.Changes in liver enzyme activity in the teleostSparusauratain response to cadmium intoxication[J].Ecotoxicology and Environmental Safety,1999,43(1):111-116.
[19] Dela Torre F R,Salibián A,Ferrari L.Biomarkers assessment in juvenileCyprinuscrapioexposed to waterborne cadmium[J].Environmental Pollution,2000,109:277-282.
[20] 陈清西,陈素丽,石艳,等.长毛对虾碱性磷酸酶性质[J].厦门大学学报:自然科学版,1996,35(2):257-261.
[21] Mora S D,Sheikholeslami M R,Wyse E,et al.An assessment of metal contamination in coastal sediments of the Caspian Sea[J].Mar Pollut Bull,2004,48(1/2):61-77.
[22] Bolton J P,Collie N L,Kawauchi H,et al.Osmoregulatory actions of growth hormone in rainbow trout (Oncorhynchusmykiss)[J].Endocrinology,1987,112:63-68.
[23] McCormick S D,Regish A,O’Dea M F.Are we missing a mineralocorticoid in teleost fish? Effects of cortisol, deoxycorticosterone and aldosterone on osmoregulation, gill Na+, K+-ATPase activity and isoform mRNA levels in Atlantic salmon[J].Gen Comp Endocrinol,2008,157:35-40.
[24] Liebert A M,Schreck C B.Effects of acute stress on osmoregulation,feed intake,IGF-I,and cortisol in yearling steelhead trout (Oncorhynchusmykiss) during seawater adaptation[J].General and Comparative Endocrinology,2006,148:195-202.
[25] Bradley K F,Breves J P,Davis L K,et al.Tissue-specific regulation of the growth hormone/insulin-like growth factor axis during fasting and re-feeding:importance of muscle expression ofIGF-I andIGF-II mRNA in the tilapia[J].General and Comparative Endocrinology,2010,166:573-580.
[26] Ayson F G,de Jesus-Ayson E G T,Takemura A.mRNA expression patterns for GH,PRL,SL,IGF-I and IGF-II during altered feeding status in rabbitfish,Siganusguttatus[J].General and Comparative Endocrinology,2007,150:196-204.
[27] Matejka G L.Expression of GH receptor，IGF-I recepter and IGF- I mRNA in the kidney and liver of rats recovering from unilateral renal ischemia[J].Growth Hormone and IGF Research，1988,8:77-82.
[28] Pierce A L,Dickey J T,Larsen D A,et al.A quantitative real-time RT-PCR assay for salmon IGF-I mRNA and its application in the study of GH regulation of IGF-I gene expression in primary culture of salmon hepatocytes[J].General and Comparative Endocrinology,2004,135:401-411.
[29] Duan C.Nutritional and developmental regulation of insulin-like growth factors in fish[J].J Nutrition,1998,128:306-314.
[30] Larsen D A,Beckman B R,Dickhoff W W.The effect of low temperature and fasting during the winter on metabolic stores and endocrine physiology (insulin,insulin-like growth factor-I,and thyroxine) of coho salmon,Oncorhynchuskisutch[J].General and Comparative Endocrinology,2001,123:308-323.
[31] Peterson B C,Waldbieser G C,Bilodeau L.IGF-I andIGF-II mRNA expression in slow and fast growing families of USDA 103 channel catfish (Ictaluruspunctatus)[J].Comparative Biochemistry and Physiology,Part A,2004，139：317-323.
Abstract：Activities of serum aspartate aminotransferase (AST), alanine aminotransferase (ALT) and alkaline phosphatase (ALP) were determined in rainbow troutOncorhynchusmykisswith body weight of (240 g±18 g)exposed to low (6 ℃) and high temperature(24 ℃) by a BS-180 biochemical analyzer, and levels of serum insulinlike growth factor-1 (IGF-1) and the expression ofGHR1,IGF-1 andIGF-2 in liver were detected by radioimmunoassay and by real-time quantification. The activities of serum AST and ALT were shown to be increased first and then decreased, the maximum at 6 h and significantly higher in the lower temperature group for ALT even at 0 h(P<0.05), finally being reduced to the level in the control group. The ALP activity was significantly decreased at 0 h (P<0.05), and then maintained low level in low temperature group, while the ALP activity was decreased slightly in high temperature group. The serumIGF-1 level was found increase at 0 h and then recovery to the level in the control group at low temperature exposure. In the high temperature exposure, however, the serumIGF-1 level was kept at low level, without significant difference (P>0.05). The expression ofIGF-1 andIGF-2 genes was shown to be decreased firstly and then increased, the minimum at 12 h, significantly lower forIGF-2 gene. The findings revealed that acute temperature led to harmful liver and to increase in AST and ALT activities and to decrease in ALP activity; meanwhile serumIGF-1 level and the expression ofGHR1,IGF-1 andIGF-2 also were decreased, indicating that acute temperature may affect the expression of growth related genes.
Key words：Oncorhynchusmykiss; temperature stress; serum enzyme; serum hormone; GHR; IGF
DOI：10.3969/J.ISSN.2095-1388.2014.06.005
文章编号：2095-1388(2014)06-0566-06
收稿日期：2014-03-29
基金项目：国家公益性行业(农业)科研专项(201003055)
中图分类号：S917.4
文献标志码：：A